Біологія тварин

ВПЛИВ ЕТИЛТІОСУЛЬФАНІЛАТУ ТА ХРОМУ(VI) НА СТАН ПРО/АНТИОКСИДАНТНОЇ СИСТЕМИ В КРОВІ ЩУРІВ

Б. Котик, Р. Іскра, О. Сушко, О. Слівінська, Г. Климець, О. Бучко, А. Пилипець, В. Приймич

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Інститут біології тварин НААН,
вул. В. Стуса, 38, м. Львів, 79034, Україна

Метою досліджень було з’ясувати вплив етилтіосульфанілату як синтетичного аналога природних естерів тіосульфокислот на стан про/антиоксидантної системи в крові лабораторних щурів, які зазнавали дії Cr(VI). Тварин розділили на 7 груп. Тваринам І групи внутрішньоочеревинно вводили 150 мкл фізрозчину щоденно протягом 7 діб. Тваринам III та IV груп внутрішньоочеревинно вводили K₂Cr₂O₇ в дозі 2,5 мг Cr(VI)/кг маси тіла щоденно протягом 7 (III група) та 14 діб (IV група). Щурам ІІ групи внутрішньошлунково вводили 1000 мкл олії щоденно протягом 14 діб, після цього — внутрішньоочеревинно 150 мкл фізіологічного розчину щоденно протягом 7 діб. Щурам V групи внутрішньошлунково вводили олійний розчин етилтіосульфанілату з розрахунку 100 мг/кг маси тіла щоденно протягом 14 діб, після цього — внутрішньоочеревинно 150 мкл фізіологічного розчину щоденно протягом 7 діб. Тваринам VI та VII груп вводили внутрішньошлунково олійний розчин етилтіосульфанілату з розрахунку 100 мг/кг маси тіла щоденно протягом 14 діб, після цього — внутрішньоочеревинно K₂Cr₂O₇ в дозі 2,5 мг Cr(VI)/кг маси тіла щоденно протягом 7 (VI група) та 14 діб (VII група). Після декапітації тварин, яку здійснювали за тіопенталової анестезії, проводили забір крові. Встановлено, що за введення біхромату калію в крові щурів ІІІ і IV груп спостерігалося зростання вмісту продуктів оксидативного стресу, зокрема гідропероксидів ліпідів, ТБК-активних продуктів та карбонільних груп протеїнів. Попереднє внутрішньошлункове введення етилтіосульфанілату частково знижувало рівень зростання гідропероксидів ліпідів та ТБК-активних продуктів, спричинений дією Cr(VI), у VI та VII групах і не впливало на підвищений вміст карбонільних груп протеїнів. Функціонування глутатіонової ланки антиоксидантного захисту за впливу Cr(VI) частково активувалося у III групі, однак пригнічувалося у IV групі. Етилтіосульфанілат окремо (V група) та в комплексі з Cr(VI) (VІ і VІІ групи) викликав активацію глутатіонредуктази і зростання концентрації GSH в еритроцитах щурів порівняно з IІ групою. Супероксиддисмутазна та каталазна активності в еритроцитах щурів підвищувалися за дії Cr(VI) у тварин III та IV груп порівняно з тваринами I групи. Проте за впливу етилтіосульфанілату у комплексі з Cr(VI) підвищувалась супероксиддисмутазна активність у щурів VII групи і знижувалась каталазна активність у щурів VI та VII груп порівняно з ІІ групою.

Ключові слова: ЩУРИ, АНТИОКСИДАНТНА СИСТЕМА, ОКСИДАТИВНИЙ СТРЕС, ЕТИЛТІОСУЛЬФАНІЛАТ, БІХРОМАТ КАЛІЮ, ВІЛЬНІ РАДИКАЛИ

1. Abdel-Daim M. M., Abdelkhalek N. K. M., Hassan A. M. Antagonistic activity of dietary allicin against deltamethrin-induced oxidative damage in freshwater Nile tilapia; Oreochromis niloticus. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2015, vol. 111, pp. 146–152. https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2014.10.019
2. Ambrogi V., Carfagna C., Cerruti P., Marturano V. Additives in Polymers. In: Modification of Polymer Properties, ed. by C. F. Jasso-Gastinel and J. M. Kenny. Cambridge, Elsevier, 2017, pp. 87–108. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-44353-1.00004-X
3. Arreola-Mendoza L., Reyes J. L., Melendez E., Martín D., Namorado M. C., Sanchez E., Del Razo L. M. Alpha-tocopherol protects against the renal damage caused by potassium dichromate. Toxicology, 2006, vol. 218, issue 2–3, pp. 237–246. https://doi.org/10.1016/j.tox.2005.11.010
4. Borlinghaus J., Albrecht F., Gruhlke M. C. H., Nwachukwu I. D., Slusarenko A. J. Allicin: Chemistry and Biological Properties. Molecules, 2014, vol. 19, issue 8, pp. 12591–12618. https://doi.org/10.3390/molecules190812591
5. Dubinina E. E., Salnikova L. Ya., Efimova L. F. Activity and isoenzyme spectrum of erythrocytes superoxide dismutase. Laboratory Work, 1983, vol. 10, pp. 30–33. (in Ukrainian)
6. Geetha S., Ram M. S., Mongia S. S., Singh V., Ilavazhagan G., Sawhney R. C. Evaluation of antioxidant activity of leaf extract of Seabuckthorn (Hippophae rhamnoides) on chromium(VI)-induced oxidative stress in albino rats. Journal of Ethnopharmacology, 2003, vol. 87, issue 2–3, pp. 247–251. https://doi.org/10.1016/S0378-8741(03)00154-5
7. Gregori F., Nobili I., Bigi F., Maggi R., Predieri G., Sartori G. Selective oxidation of sulfides to sulfoxides and sulfones using 30 % aqueous hydrogen peroxide and silica-vanadia catalyst. Journal of Molecular Catalysis A: Chemical, 2008, vol. 286, issue 1–2, pp. 124–127. https://doi.org/10.1016/j.molcata.2008.02.004
8. Korobeynikov E. Modification of the definition of LPO products in the reaction with thiobarbituric acid. Laboratory Work, 1989, vol. 7, pp. 8–10. (in Ukrainian)
9. Korolyuk M. A., Ivanova L. I., Mayorova I. G., Tokarev V. E. Method for the determination of catalase activity. Laboratory Work, 1988, vol. 1, pp. 16–18. (in Ukrainian)
10. Kumari R. R., Kumar P., Mondal T. K. Effect of vitamin E and selenium on hematological parameters in sub-acute toxicity of hexavalent Chromium in broiler chick. National Journal of Physiology, Pharmacy & Pharmacology, 2013, vol. 3, issue 2, pp. 158–161. https://doi.org/10.5455/njppp.2013.3.150-153
11. Li H., Chen Q., Li S., Yao W., Li L., Shi X., Wang L., Castranova V., Vallyathan V., Ernst E., Chen C. Effect of Cr(VI) exposure on sperm quality: human and animal studies. The Annals of Occupational Hygiene, 2001, vol. 45, issue 7, pp. 505–511. https://doi.org/10.1016/S0003-4878(01)00004-7
12. Li Z.-H., Li P., Randak T. Evaluating the toxicity of environmental concentrations of waterborne chromium (VI) to a model teleost, Oncorhynchus mykiss: a comparative study of in vivo and in vitro. Comparative Biochemistry and Physiology, 2011, vol. 153, pp. 402–407. https://doi.org/10.1016/j.cbpc.2011.01.005
13. Lubenets V. I. Thiosulfonates: synthesis and properties. Ukrainian Chemistry Journal, 2003, vol. 69, issue 3, pp. 109–117.
14. Lubenets V., Stadnytska N., Baranovych D., Vasylyuk S., Karpenko O., Havryliak V., Novikov V. Thiosulfonates: the prospective substances against fungal infections. In: Fungal Infection, ed. by É. S. de Loreto and J. S. M. Tondolo. IntechOpen, 2019, pp. 1–24. https://doi.org/10.5772/intechopen.84436
15. Lubenets V., Vasylyuk S., Monka N., Bolibrukh Kh., Komarovska-Porokhnyavets O., Baranovych D., Musyanovych R. , Zaczynska E., Czarny A., Nawrot U., Novikov V. Synthesis and antimicrobial properties of 4-acylaminobenzenethiosulfoacid S-esters. Saudi Pharmaceutical Journal, 2017, vol. 25, issue 2, pp. 266–274. https://doi.org/1016/j.jsps.2016.06.007
16. Lushchak V. I., Bahniukova T. V., Lushchak O. V. Indicators of oxidative stress. 1. Thiobarbituric acid-reactive productsand carbonyl groups of proteins. Ukrainian Biochemical Journal, 2004, vol. 76, issue 3, pp. 136–141. (in Ukrainian)
17. Marouani N., Tebourbi O., Mahjoub S., Yacoubi M. T., Sakly M., Benkhalifa M., Rhouma K. B. Effects of hexavalent chromium on reproductive functions of male adult rats. Reproductive biology, 2012, vol. 12, issue 2, pp. 119–133. https://doi.org/10.1016/S1642-431X(12)60081-3
18. Methods for determining the level of restored glutathione (GSH) in red blood cells (according to the principle of Butler, O. Dyubon, B. Kelly, 1963). Guidelines for the differential diagnosis of various forms of coronary heart disease using the definition of the components of the glutathione antiperoxidative catalytic system in red blood cells. Odesa, 1982, pp. 16–20. (in Ukrainian)
19. Mironchik V. V. Method for determination of lipid hydroperoxides in biological tissues. Patent USSR no. 1084681, MKI G No. 33/48, (CPRS) — no. 3468369/28-13, Stated 07.08.82, Publ. 04.07.84, Bull. no. 13, 2 p. (in Ukrainian)
20. Moin V. M. A simple and specific method for determining the activity of glutathione peroxidase in erythrocytes. Laboratory Work, 1986, vol. 12, pp. 724–727. (in Ukrainian)
21. Najafi M., Roustazadeh A., Moshtaghie A. A., Ani M. Liver aspartate transaminase isoenzymes as biomarkers of chronic exposure to chromium(VI). Archives of Industrial Hygiene and Toxicology, 2013, vol. 64, issue 4, pp. 547–552. https://doi.org/10.2478/10004-1254-64-2013-2358
22. Oriabinska L. B., Starovoitova S. O., Vasylyuk S. V., Novikov V. P., Lubenets V. I. Ethylthiosulfanilate effect on Candida tropicalis. The Ukrainian Biochemical Journal, 2017, vol. 89, issue 5, pp. 70–76. https://doi.org/10.15407/ubj89.05.070
23. Patlolla A. K., Barnes C., Yedjou C., Velma V. R., Tchounwou P. B. Oxidative stress, DNA damage, and antioxidant enzyme activity induced by hexavalent chromium in sprague-dawley rats. Environmental Toxicology, 2009, vol. 24, issue 1, pp. 66–73. https://doi.org/10.1002/tox.20395
24. Pedraza-Chaverri J., Yam-Canul P., Chirino Y. I, Sánchez-González D. J., Martínez-Martínez C. M., Cruz C., Medina-Campos O. N. Protective effects of garlic powder against potassium dichromate-induced oxidative stress and nephrotoxicity. Food and Chemical Toxicology, 2008, vol. 46, issue 2, pp. 619–627. https://dorg/10.1016/j.fct.2007.09.088
25. Pylypets A. Z., Iskra R. Ya., Havryliak V. V., Nakonechna A. V., Novikov V. P., Lubenets V. I. Effects of thiosulfonates on the lipid composition of rat tissues. The Ukrainian Biochemical Journal, 2017, vol. 89, issue 6, pp. 56–62. https://doi.org/10.15407/ubj89.06.056
26. Ray R. R. Adverse hematological effects of hexavalent chromium: an overview. Interdisciplinary Toxicology, 2016, vol. 9, issue 2, pp. 55–65. https://doi.org/10.1515/intox-2016-0007
27. Samuel J. B., Stanley J. A., Roopha D. P., Vengatesh G., Anbalagan J., Banu S. K., Aruldhas M. M. Lactational hexavalent chromium exposure-induced oxidative stress in rat uterus is associated with delayed puberty and impaired gonadotropin levels. Human and Experimental Toxicology, 2011, vol. 30, issue 2, pp. 91–101. https://doi.org/10.1177/0960327110364638
28. Tiwari M. K., Jena N. R., Mishra P. C. Mechanisms of scavenging superoxide, hydroxyl, nitrogen dioxide and methoxy radicals by allicin: catalytic role of superoxide dismutase in scavenging superoxide radical. Journal of Chemical Sciences, 2018, vol. 130, pp. 1–17. https://doi.org/10.1007/s12039-018-1509-1
29. Vasylkiv O. Yu., Kubrak O. I., Storey K. B., Lushchak V. I. Cytotoxicity of chromium ions may be connected with induction of oxidative stress. Chemosphere, 2010, vol. 80, issue 9, pp. 1044–1049. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2010.05.023
30. Vavilin V. A., Shintyapina A. B., Safronova O. G., Antontseva E. V., Mordvinov V. A., Nikishina M. V., Kandalintseva N. V., Prosenko A. E., Lyakhovich V. V. Position of an active thiosulfonate group in new phenolic antioxidants is critical for ARE-mediated induction of GSTP1 and NQO1. Journal of Pharmaceutical Sciences and Research, 2014, vol. 6, issue 4, pp. 178–183. Available at: https://www.jpsr.pharmainfo.in/Documents/Volumes/vol6issue04/jpsr06041403.pdf
31. Vlizlo V. V. (ed.), Fedoruk R. S., Ratych I. B. Laboratory methods of research in biology, stockbreeding and veterinary medicine. Lviv, Spolom, 2012, pp. 365–366. (in Ukrainian)
32. Vuitsyk L. B., Hevus O. I., Lubenets V. I., Komarovska-Porokhniavets O. Z., Voronov S. A. Synthesis and properties of saccharide-containing thioester sulfonic acids. Lviv Polytechnic, 2008, vol. 622, pp. 38–43 (in Ukrainian)
33. Wang B.-Jr, Sheu H.-M., Guo Y.-L., Lee Y.-H., Lai C.-S., Pan M.-H., Wang Y.-J. Hexavalent chromium induced ROS formation, Akt, NF-κB, and MAPK activation, and TNF-α and IL-1α production in keratinocytes. Toxicology Letters, 2010, vol. 198, issue 2, pp. 216–224. https://doi.org/10.1016/j.toxlet.2010.06.024
34. Yaremkevych H., Polischuk I., Mandzynets S., Bura M., Sanagurskyi D., Lubenets V., Novikov V. Analysis of variance of influence of thiosulphonic acid deriva-tives on the Na⁺, K⁺-ATPase activity of loach embryos in vitro. Messenger of the Lviv University, Biology Series, 2011, vol. 57, pp. 38–46. (in Ukrainian)
35. Zitka O., Skalickova S., Gumulec J., Masarik M., Adam V., Hubalek J., Trnkova L., Kruseova J., Eckschlager T., Kizek R. Redox status expressed as GSH:GSSG ratio as a marker for oxidative stress in paediatric tumour patients. Oncology Letters, 2012, vol. 4, issue 6, pp. 1247–1253. https://doi.org/10.3892/ol.2012.931

Завантажити повний текст статті у форматі PDF