Вплив лазерного опромінення на ксантиноксидазну активність та генерацію супероксидного радикала в цитозольній фракції печінки щурів-пухлиноносіїв

О. В. Кеца, Н. Б. Куцак, М. М. Марченко

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича,
вул. Коцюбинського 2, Чернівці, 58012, Україна

Механізми протипухлинної дії лазерного опромінення і його вплив на біохімічні процеси у віддалених органах організму-пухлиноносія залишаються не до кінця зрозумілими. У роботі досліджено ензимну активність ксантиноксидази, зокрема її D- та О-форми, а також швидкість генерації супероксидного радикала (O₂^–) та рівень білкових SH-груп в цитозольній фракції печінки щурів з трансплантованою карциномою Герена і за дії лазерного опромінення у ближньому інфрачервоному діапазоні довжин хвиль. Встановлено, що в цитозольній фракції щурів-пухлиноносіїв знижується ензимна активність D-форми ксантиноксидази з одночасним підвищенням її О-форми у період інтенсивного (14-а доба, що відповідає логарифмічній фазі онкогенезу) та кінцевого (21-а доба, що відповідає стаціонарній фазі онкогенезу) росту пухлини. Підвищення активності О-форми ксантиноксидази супроводжується підвищенням швидкості генерації O₂^– та зниженням рівня білкових SH-груп в цитозольній фракції печінки щурів-пухлиноносіїв. Щоденна спрямована дія лазерного опромінення в ділянку росту карциноми Герена призводить до менш деструктивних змін в печінці, про що свідчить підвищення ензимної активності D-форми ксантиноксидази, зниження швидкості утворення O₂^– і підвищення вмісту білкових SH-груп в цитозольній фракції печінки експериментальних тварин порівняно з неопроміненими щурами-пухлиноносіями. Дія лазерним діодом в червоному діапазоні спектра потужністю 50 мВт і довжиною хвилі 650 нм на ділянку росту пухлини супроводжується зниженням окиснювальних процесів у цитозолі клітин печінки організму-пухлиноносія.

Ключові слова: щури, цитозольна фракція печінки, ксантиноксидаза, супероксидний радикал, сульфгідрильні групи, карцинома Герена, лазерне опромінення

1. Bensadoun RJ. Photobiomodulation or low-level laser therapy in the management of cancer therapy-induced mucositis, dermatitis and lymphedema. Curr. Opin. Oncol. 2018; 30 (4): 226–232. PMID: 29794809.
2. Cilip CM, Kerr D, Latimer CA, Rosenbury SB, Giglio NC, Hutchens TC, Nau WH, Fried NM. Infrared laser sealing of porcine vascular tissues using a 1,470 nm diode laser: Preliminary in vivo studies. Lasers Surg. Med. 2017; 49 (4): 366–371. https://doi.org/10.1002/lsm.22609
3. Garcia VG, Sahyon AS, Longo M, Fernandes LA, Gualberto Júnior EC, Novaes VC, Ervolino E, de Almeida JM, Theodoro LH. Effect of LLLT on autogenous bone grafts in the repair of critical size defects in the calvaria of immunosuppressed rats. J. Craniomaxillofac. Surg. 2014; 42 (7): 1196–1202. https://doi.org/10.1016/j.jcms.2014.02.008
4. Kusano T, Ehirchiou D, Matsumura T, Chobaz V, Nasi S, Castelblanco M, So A, Lavanchy C, Acha-Orbea H, Nishino T, Okamoto K, Busso N. Targeted knock-in mice expressing the oxidase-fixed form of xanthine oxidoreductase favor tumor growth, Nat. Commun. 2019; 10: 4904. https://doi.org/10.1038/s41467-019-12565-z
5. Lee TH, Kang TH. DNA Oxidation and excision repair pathways. Int. J. Mol. Sci. 2019; 20 (23): 6092. https://doi.org/10.3390/ijms20236092
6. Lowry OH, Rosenbrough MJ, Farr AL, Rendal RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 1951; 193 (1): 265–275. PMID: 14907713.
7. Marchenko MM, Ketsa OV. Generation of superoxide anion-radical in the liver monooxygenase system of preliminary radiation-exposed tumor-bearing rats. Ukr. Biochem. J. 2012; 84 (6): 101–108. Available at: http://ua.ukrbiochemjournal.org/2016/05/heneratsiya-superoksydnoho-radykala-komponentamy-monooksyhenaznoji-systemy-pechinky-poperedno-oprominenyh-schuriv-puhlynonosijiv.html (in Ukrainian)
8. Mesquita-Ferrari RA, Alves AN, de Oliveira Cardoso V, Artilheiro PP, Bussadori SK, Rocha LA, Nunes FD, Fernandes KPS. Low-levellaser irradiation modulates cell viability and creatine kinase activity in C2C12 muscle cells during the differentiation process. Lasers Med Sci. 2015; 30 (8): 2209–2213. https://doi.org/10.1007/s10103-015-1715-8
9. Murphy ME, Kehrer JP. Oxidation state of tissue thiol groups and content of protein carbonyl groups in chickens with inherited muscular dystrophy. Biochem. J. 1989; 260 (2): 359–364. https://doi.org/10.1042/bj2600359
10. Ruiz A, Sebagh M, Wicherts DA, Castro-Benitez C, van Hillegersberg R, Paule B, Castaing D, Vibert E, Sa Cunha A, Cherqui D, Morère JF, Adam R. Long-term survival and cure model following liver resection for breast cancer metastases. Breast Cancer Res. Treat. 2018; 170 (1): 89–100. https://doi.org/10.1007/s10549-018-4714-1
11. Schmidt HM, Kelley EE, Straub AC. The impact of xanthineoxidase (XO) on hemolytic diseases. Redox Biol. 2019; 21: 101072. https://doi.org/10.1016/j.redox.2018.101072
12. Shelepina EP, Antonov VG, Kozhemyakin LA. Molecular mechanism of transformation of xanthine oxidase activity under the action of a substrate. Biochemistry. 1990; 9: 1707–1712. (in Russian)
13. Shmarakov IO, Marchenko MM. Xanthine oxydase activity in the rat liver tissue in the process oncogenesis. Ukr Biochem. J. 2008; 80 (6): 86–91. (in Ukrainian)
14. Stein BW, Kirk ML. Electronic structure contributions to reactivity in xanthine oxidase family enzymes. J. Biol. Inorg. Chem. 2015; 20 (2): 183–194. https://doi.org/10.1007/s00775-014-1212-8