Завантажити повний текст у PDF

Bìol. Tvarin. 2022; 24 (4): 3–7.
https://doi.org/10.15407/animbiol24.04.003
Received 06.04.2022 ▪ Revision 09.10.2022 ▪ Accepted 22.11.2022 ▪ Published online 30.12.2022

---

Активність цитозольних ензимів катаболізму ендогенних альдегідів у печінці щурів за умов різної забезпеченості раціону нутрієнтами

О. М. Волощук, Т. В. Лучик

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича,
навчально-науковий інститут біології, хімії та біоресурсів, кафедра біохімії та біотехнології,
вул. Коцюбинського, 2, м. Чернівці, 58012, Україна

---

У роботі вивчали активність альдегіддегідрогенази (КФ 1.2.1.3), альдегідредуктази (КФ 1.1.1.21), вміст ТБК-активних продуктів і карбонільних похідних протеїнів у цитозольній фракції печінки щурів за умов споживання раціону з різною забезпеченістю протеїном та сахарозою. Дослідження проводили на 4 групах тварин: І група — інтактні тварини (К); ІІ група — щури, які перебували на напівсинтетичній низькопротеїновій дієті протягом 28 діб (НПР); ІІІ група — щури, які перебували на високосахарозному раціоні (ВСР); ІV група — щури, які отримували низькопротеїновий/високосахарозний раціон (НПР/ВСР). Встановлено, що для тварин, яких утримували за умов аліментарного дефіциту протеїну, характерне двократне підвищення вмісту карбонільних і ТБК-активних похідних у цитозольній фракції печінки щурів на тлі відсутності змін активності альдегідредуктази й альдегіддегідрогенази. Водночас у тварин, які споживали високосахарозний раціон, спостерігається виражене накопичення ТБК-активних похідних та карбоніл-дериватів у цитозольній фракції печінки на тлі підвищення як альдегідредуктазної, так і альдегіддегідрогеназної активності у 2–2,5 раза. Максимальне накопичення продуктів окиснювального ушкодження протеїнів та ліпідів на тлі недостатньої активації ензимів, які забезпечують їх катаболізм, можна розглядати як один з можливих механізмів ушкодження клітин печінки за умов споживання низькопротеїнового/високосахарозного раціону. Отримані результати відкривають перспективи для дослідження механізмів детоксикації ендогенних альдегідів та подальшої розробки стратегії корекції метаболічних порушень у печінці за умов нутрієнтного дисбалансу.

Ключові слова: альдегіддегідрогеназа, альдегідредуктаза, ТБК-активні продукти, карбонільні похідні, низькопротеїновий раціон, високосахарозна дієта

---

1. Ampong I, Watkins A, Gutierrez-Merino J, Ikwuobe J, Griffiths HR. Dietary protein insufficiency: an important consideration in fatty liver disease? Br. J. Nutr. 2020; 123 (6): 601–609. DOI: 10.1017/S0007114519003064.
2. Ayala A, Muñoz MF, Argüelles S. Lipid peroxidation: production, metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-hydroxy-2-nonenal. Oxid. Med. Cell. Longev. 2014; 2014: 360438. DOI: 10.1155/2014/360438.
3. Barrera G, Pizzimenti S, Daga M, Dianzani C, Arcaro A, Cetrangolo GP, Giordano G, Cucci MA, Graf M, Gentile F. Lipid peroxidation-derived aldehydes, 4-hydroxynonenal and malondialdehyde in aging-related disorders. Antioxid. 2018; 7 (8): 102. DOI: 10.3390/antiox7080102.
4. Ellis EM, Hayes JD. Substrate specificity of an aflatoxin-metabolizing aldehyde reductase. Biochem. J. 1995; 312 (2): 535–541. DOI: 10.1042/bj3120535.
5. Geraldes P, King GL. Activation of protein kinase C isoforms and its impact on diabetic complications. Circ. Res. 2010; 106 (8): 1319–1331. DOI: 10.1161/CIRCRESAHA.110.217117.
6. Görlach A, Dimova EY, Petry A, Martínez-Ruiz A, Hernansanz-Agustín P, Rolo AP, Palmeira CM, Kietzmann T. Reactive oxygen species, nutrition, hypoxia and diseases: Problems solved? Redox Biol. 2015; 6: 372–385. DOI: 10.1016/j.redox.2015.08.016.
7. Kopp W. How Western diet and lifestyle drive the pandemic of obesity and civilization diseases. Diabetes Metab. Syndr. Obes. 2019; 12: 2221–2236. DOI: 10.2147/DMSO.S216791.
8. Kovacikova L, Prnova MS, Majekova M, Bohac A, Karasu C, Stefek M. Development of novel indole-based bifunctional aldose reductase inhibitors/antioxidants as promising drugs for the treatment of diabetic complications. Molecules. 2021; 26 (10): 2867. DOI: 10.3390/molecules26102867.
9. Lowry OH, Rosebrough NJ, Farr AI, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 1951; 193 (1): 265–275. DOI: 10.1016/S0021-9258(19)52451-6.
10. Luo X, Wu J, Jing S, Yan LJ. Hyperglycemic stress and carbon stress in diabetic glucotoxicity. Aging Dis. 2016; 7 (1): 90–110. DOI: 10.14336/AD.2015.0702.
11. Maciejczyk M, Żebrowska E, Chabowski A. Insulin resistance and oxidative stress in the brain: What’s new? Int. J. Mol. Sci. 2019; 20 (4): 874. DOI: 10.3390/ijms20040874.
12. Marchitti SA, Brocker C, Stagos D, Vasiliou V. Non-P450 aldehyde oxidizing enzymes: the aldehyde dehydrogenase superfamily. Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 2008; 4 (6): 697–720. DOI: 10.1517/17425255.4.6.697.
13. O’Brien PJ, Siraki AG, Shangari N. Aldehyde sources, metabolism, molecular toxicity mechanisms, and possible effects on human health. Crit. Rev. Toxicol. 2005; 35 (7): 609–662. DOI: 10.1080/10408440591002183.
14. Ott C, Jacobs K, Haucke E, Santos AN, Grune T, Simm A. Role of advanced glycation end products in cellular signaling. Redox Biol. 2014; 2: 411–429. DOI: 10.1016/j.redox.2013.12.016.
15. Parihar MS, Pandit MK. Free radical induced increase in protein carbonyl is attenuated by low doses of adenosine in hippocampus and mid brain: implication in neurodegenerative disorders. Gen. Physiol. Biophys. 2003; 22 (1): 29–39. PMID: 12870699.
16. Penning TM, Drury JE. Human aldo-keto reductases: Function, gene regulation, and single nucleotide polymorphisms. Arch. Biochem. Biophys. 2007; 464 (2): 241–250. DOI: 10.1016/j.abb.2007.04.024.
17. Prasad K, Dhar I. Oxidative stress as a mechanism of added sugar-induced cardiovascular disease. Int. J. Angiol. 2014; 23 (4): 217–226. DOI: 10.1055/s-0034-1387169.
18. Purdel NC, Margina D, Ilie M. Current methods used in the protein carbonyl assay. Ann. Res. Rev. Biol. 2014; 4 (12): 2015–2026. DOI: 10.9734/ARRB/2014/8763.
19. Ramana KV. Aldose reductase: new insights for an old enzyme. Biomol. Concepts. 2011; 2(1–2): 103–114. DOI: 10.1515/bmc.2011.002.
20. Reeves PG, Nielsen FH, Fahey GC. AIN-93 purified diets for laboratory rodents: final report of the American institute of nutrition ad hoc writing committee on the reformulation of the AIN-76A rodent diet. J. Nutr. 1993; 123 (11):1939–1951. DOI: 10.1093/jn/123.11.1939.
21. Rodrigues T, de França LP, Kawai C, de Faria PA, Mugnol KCU, Braga FM, Tersariol ILS, Smaili SS, Nantes IL. Protective role of mitochondrial unsaturated lipids on the preservation of the apoptotic ability of cytochrome C exposed to singlet oxygen. J. Biol. Chem. 2007; 282 (35): 25577–25587. DOI: 10.1074/jbc.M700009200.
22. Singh M, Kapoor A, Bhatnagar A. Oxidative and reductive metabolism of lipid-peroxidation derived carbonyls. Chem Biol Interac. 2015; 234: 261–273. DOI: 10.1016/j.cbi.2014.12.028.
23. Singh S, Brocker C, Koppaka V, Chen Y, Jackson BC, Matsumoto A, Thompson DC, Vasiliou V. Aldehyde dehydrogenases in cellular responses to oxidative/electrophilic stress. Free Rad. Biol. Med. 2013; 56: 89–101. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2012.11.010.
24. Stagos D, Chen Y, Cantore M, Jester JV, Vasiliou V. Corneal aldehyde dehydogenases: multiple functions and novel nuclear localization. Brain Res. Bull. 2010; 81 (2–3): 211–218. DOI: 10.1016/j.brainresbull.2009.08.017.
25. Tagnon MD, Simeon KO. Aldehyde dehydrogenases may modulate signaling by lipid peroxidation-derived bioactive aldehydes. Plant Signal. Behav. 2017; 12 (11): e1387707. DOI: 10.1080/15592324.2017.1387707.
26. Tang WH, Martin KA, Hwa J. Aldose reductase, oxidative stress, and diabetic mellitus. Front. Pharmacol. 2012; 9 (3): 87. DOI: 10.3389/fphar.2012.00087.
27. Van Zutphen T, Ciapaite J, Bloks VW, Ackereley C, Gerding A, Jur­dzinski A, Allgayer de Moraes R, Zhang L, Wolters JC, Bischoff R, Wanders RJ, Houten SM, Bronte-Tinkew D, Shatseva T, Lewis GF, Groen AK, Reijngoud DJ, Bakker BM, Jonker JW, Kim PK, Bandsma RHJ. Malnutrition-associated liver steatosis and ATP depletion is caused by peroxisomal and mitochondrial dysfunction. J. Hepatol. 2016; 65 (6): 1198–1208. DOI: 10.1016/j.jhep.2016.05.046.
28. Voloshchuk OM, Kopylchuk GP, Mishyna YI. Activity of the mitochondrial isoenzymes of endogenous aldehydes catabolism under the conditions of acetaminophen-induced hepatitis. Ukr. Biochem. J. 2018; 90 (1): 42–47. DOI: 10.15407/ubj90.01.042.
29. Voloshchuk OM, Luchyk TV, Kopylchuk GP. Indicators of immunoreactivity in rats under conditions of different nutrition regimen. Bìol. Tvarin. 2021; 23 (1): 12–17. DOI: 10.15407/animbiol23.01.012. (in Ukrainian)
30. Xu D, Guthrie JR, Mabry S, Sack TM, Truog WE. Mitochondrial aldehyde dehydrogenase attenuates hyperoxia-induced cell death through activation of ERK/MAPK and PI3K-Akt pathways in lung epithelial cells. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2006; 291 (5): L966–L975. DOI: 10.1152/ajplung.00045.2006.
31. Żebrowska E, Chabowski A, Zalewska A, Maciejczyk M. High-sugar diet disrupts hypothalamic but not cerebral cortex redox homeostasis. Nutrients. 2020; 12 (10): 3181. DOI: 10.3390/nu12103181.