Біологія тварин

Роль етапу дегідратації в розвитку постгіпертонічного гемолізу еритроцитів ссавців

О. Є. Ніпот, О. О. Шапкіна, П. М. Зубов, Н. В. Орлова, Н. М. Шпакова

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Інститут проблем кріобіології та кріомедицини НАН України,
вул. Переяславська, 23, м. Харків, 61016, Україна, Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Метою роботи було оцінити рівень пошкодження еритроцитів ссавців за умов постгіпертонічного шоку залежно від концентрації NaCl в середовищі дегідратації та визначити вплив гіпертонічних розчинів NaCl на стан еритроцитів ссавців методом проточної цитометрії. Для досягнення мети використовували спектрофотометричні та цитометричні методи дослідження. Отримані дані показали, що постгіпертонічний лізис еритроцитів ссавців залежить від концентрації NaCl у середовищі дегідратації, при цьому найчутливішими до дії постгіпертонічного шоку є еритроцити щура, найменш чутливими — клітини кролика. Цитометричні дослідження виявили значні зміни гістограм розподілу еритроцитів усіх видів ссавців за зростання концентрації солі в середовищі дегідратації. Ці зміни є видоспецифічними і, ймовірно, пов’язані зі зміною об’єму та морфології клітин. Отримані дані дозволили виявити взаємозв’язок між рівнем постгіпертонічного гемолізу та значеннями таких показників, як медіана розподілу та коефіцієнт варіації. Так, підвищення чутливості еритроцитів ссавців до постгіпертонічного шоку зі збільшенням концентрації солі і середовищі дегідратації зазвичай супроводжувалося зменшенням значення медіани розподілу клітин, а вищі значення коефіцієнту варіації характерні для еритроцитів ссавців, що є стійкими до дії постгіпертонічного шоку.

Ключові слова: еритроцити ссавців, дегідратація, постгіпертонічний шок, цитометрія, медіана розподілу, коефіцієнт варіації

1. Adan A, Alizada G, Kiraz Y, Baran Y, Nalbant A Flow cytometry: basic principles and applications. Critic. Rev. Biotechnol. 2017; 37 (2): 163–176. DOI: 10.3109/07388551.2015.1128876.
2. Ameri M, Schnaars HA, Sibley JR, Honor DJ. Stability of hematologic analytes in monkey, rabbit, rat, and mouse blood stored at 4°C in EDTA using the ADVIA 120 hematology analyzer. Vet. Clin. Pathol. 2011; 40 (2): 188–193. DOI: 10.1111/j.1939-165X.2011.00304.x.
3. Betticher DC, Geiser J. Resistance of mammalian red blood cells of different size to hypertonic milieu. Comp. Biochem. Physiol. A Comp. Physiol. 1989; 93 (2): 429–432. DOI: 10.1016/0300-9629(89)90061-3.
4. Bojic S, Murray A, Bentley BL, Spindler R, Pawlik P, Cordeiro JL, Bauer R, de Magalhães JP. Winter is coming: the future of cryopreservation. BMC Biol. 2021;19 (1): 56. DOI: 10.1186/s12915-021-00976-8.
5. García JM, Ardila AM. Cell volume variation under different concentrations of saline solution (NaCL).  Rev. Colomb. Anestesiol. 2009; 37 (2): 101–105. DOI: 10.1016/S0120-3347(09)72002-7.
6. Ghosh S, Chakraborty I, Chakraborty M, Mukhopadhyay A, Mishra R, Sarkar D. Evaluating the morphology of erythrocyte population: An approach based on atomic force microscopy and flow cytometry. Biochim. Biophys. Acta. 2016; 1858 (4): 671–681. DOI: 10.1016/j.bbamem.2016.01.021.
7. Gienger J, Gross H, Ost V, Bär M, Neukammer J. Assessment of deformation of human red blood cells in flow cytometry: measurement and simulation of bimodal forward scatter distributions. Biomed. Opt. Exp. 2019; 10 (9): 4531–4550. DOI: 10.1364/BOE.10.004531.
8. Gorey A, Biswas D, Kumari A, Gupta S, Sharma N, Chen GCK, Vasudevan S. Application of continuous-wave photoacoustic sensing to red blood cell morphology. Laser. Med. Sci. 2019; 34: 487–494. DOI: 10.1007/s10103-018-2621-7.
9. Lahmann JM, Benson JD, Higgins AZ. Concentration dependence of the cell membrane permeability to cryoprotectant and water and implications for design of methods for post-thaw washing of human erythrocytes. Cryobiol. 2018; 80: 1–11. DOI: 10.1016/j.cryobiol.2017.12.003.
10. Mishra Ragh, Sarkar D, Bhattacharya S, Mallick S, Chakraborty M, Mukherjee D, Kar M, Mishra Rosh. Quantifying morphological alteration of RBC population from light scattering data. Clin. Hemorheol. Microcirc. 2015; 59 (4): 287–300. DOI: 10.3233/CH-131726.
11. Muldrew K. The salting-in hypothesis of post-hypertonic lysis. Cryobiol. 2008; 57 (3): 251–256. DOI: 10.1016/j.cryobiol.2008.09.007.
12. Nemeth N, Sogor V, Kiss F, Ulker P. Interspecies diversity of erythrocyte mechanical stability at various combinations in magnitude and duration of shear stress, and osmolality. Clin. Hemorheol. Microcirc. 2016; 63 (4): 381–398. DOI: 10.3233/CH-152031.
13. Piagnerelli M, Zouaoui Boudjeltia K, Brohee D, Vereerstraeten A, Piro P, Vincent JL, Vanhaeverbeek M. Assessment of erythrocyte shape by flow cytometry techniques. J. Clin. Pathol. 2007; 60 (5): 549–554. DOI: 10.1136/jcp.2006.037523.
14. Semionova KA, Nipot OE, Yershova NA, Shapkina OO, Shpakova NM. Temperature, osmolality, and glucose determine the erythrocyte resistance to post-hypertonic stress. Rep. Nat. Acad. Sci. Ukr. 2020; 4: 99–106. DOI: 10.15407/dopovidi2020.04.099. (in Ukrainian)
15. Semionova KA, Yershova NA, Yershov SS, Orlova NV, Shpakova NM. Peculiarities of posthypertonic lysis in erythrocytes of several mammals. Probl. Cryobiol. Cryomed. 2016; 26 (1): 73–83. DOI: 10.15407/cryo26.01.073. (in Russian)
16. Yamamoto A, Saito N, Yamauchi Y, Takeda M, Ueki S, Itoga M, Kojima K, Kayaba H. Flow cytometric analysis of red blood cell osmotic fragility. J. Lab. Automat. 2014; 19 (5): 483–487. DOI: 10.1177/2211068214532254.
17. Zemlyanskykh NG, Kovalenko IF, Babijchuk LA. Peculiarities of modifications in geometric parameters and changes in osmotic fragility of human erythrocytes following their exposure in sucrose and PEG-1500 solutions. Probl. Cryobiol. Cryomed. 2017; 27 (4): 296–310. DOI: 10.15407/cryo27.04.296. (in Russian)