Використання полівінілалкоголю та полівінілпіролідону для підготовки деконсервованих еякульованих сперматозоїдів кнурів до запліднення методом ICSI

О. Ю. Лизогуб

Ця електронна адреса захищена від спам-ботів. Вам необхідно увімкнути JavaScript, щоб побачити її.

Інститут розведення та генетики тварин імені М. В. Зубця НААН,
вул. Погребняка, 1, с. Чубинське, Бориспільський р-н, Київська обл., 08321, Україна

Метою роботи було вивчити вплив середовищ з ПВП (полівінілпіролідон) та ПВА (полівінілалкоголь) на деконсервовані еякульовані сперматозоїди кнура та їх підготовку до штучного запліднення для оптимізації біотехнологічних методик. У дослідженнях використано еякульовані кріоконсервовані сперматозоїди кнура миргородської породи Дніпро 641. Генетичний матеріал зберігався в Банку генетичних ресурсів тварин ІРГТ імені М. В. Зубця НААН упродовж восьми років. Суспензію сперматозоїдів розморожували на водяній бані за температури +37°С упродовж 5 хв. до повного розморожування. Відокремлення сперматозоїдів від кріоконсерванта та розріджувача проводили за допомогою методу swim up у середовищі Sp-TALP. Після перебування сперматозоїдів в 10,0%-му розчині ПВП протягом 10 хв. рухливість знизилась на 68,2% (P<0,05) і становила 3,4%, а через наступні 10 хв. інкубації знизилася до 1,4% (P<0,01), що в 10 разів нижче порівняно з початковою рухливістю. У 10,0%-му розчині ПВА рухливість через 10 хв. інкубації знизилась на 37,4% (P<0,05)  становила 6,7%, а ще через 10 хв. знизилась до 5,7% (P<0,01), що в 1,8 раза нижче порівняно з початковою рухливістю. Встановлено, що в разі застосування 10,0%-го розчину ПВП еякульовані деконсервовані сперматозоїди кнура втрачають рухливість на 86,9% (P<0,01) від початкової рухливості, що унеможливлює процес вибору придатного сперматозоїда для запліднення методом ICSI (Intra Cytoplasmic Sperm Injection). Встановлено, що 10,0%-ий розчин ПВА можна застосовувати для проведення іммобілізації сперматозоїдів кнурів, оскільки він знижує рухливість на 46,7% (P<0,01) від початкової рухливості сперматозоїдів. Доведено, що рухливість під час інкубації деконсервованих еякульованих сперматозоїдів кнура у 5,0%-ому розчині ПВА знижується лише на 28,0% (P<0,01) від початкової, що є оптимальним за використання кріоконсервованих сперматозоїдів кнура, матеріал яких є в обмеженій кількості та зручним для оператора і безпечним для ооцитів.

Ключові слова: ICSI, рухливість сперматозоїдів, ооцит, полівінілпіролідон, полівінілалкоголь, ембріони свиней

1. Association of Clinical Embryologists. Guidelines on good practice in clinical embryology laboratories. Human Fertil. 2012; 15 (4): 174–189. DOI: 10.3109/14647273.2012.747891.
2. Avalos-Durán G, Cañedo-Del Ángel AME, Rivero-Murillo BJ, Zambrano-Guerrero JE, Carballo-Mondragón E, Checa-Vizcaíno MÁ. Physiological ICSI (PICSI) vs. Conventional ICSI in couples with male factor: a systematic review. JBRA Assist. Reprod. 2018; 22 (2): 139–147. DOI: 10.5935/1518-0557.20180027.
3. Casillas F, Betancourt M, Cuello C, Ducolomb Y, López A, Juárez-Rojas L, Retana-Márquez An efficiency comparison of different in vitro fertilization methods: IVF, ICSI, and PICSI for embryo development to the blastocyst stage from vitrified porcine immature oocytes. Porc. Health Manag. 2018; 4: 16. DOI: 10.1186/s40813-018-0093-6.
4. Ding D, Wang Q, Li X, Chen B, Zou W, Ji D, Hao Y, Xue R, Zou H, Wei Z, Zhou P, Cao Y, Zhang Z. Effects of different polyvinylpyrrolidone concentrations on intracytoplasmic sperm injection. Zygote. 2020; 28 (2): 148–153. DOI: 10.1017/S0967199419000820.
5. Kato Y, Nagao Y. Effect of polyvinylpyrrolidone on sperm function and early embryonic development following intracytoplasmic sperm injection in human assisted reproduction. Med. Biol. 2012; 11 (4): 165–176. DOI: 10.1007/s12522-012-0126-9.
6. Kouba AJ, Abeydeera LR, Alvarez IM, Day BN, Buhi WC. Effects of the porcine oviduct-specific glycoprotein on fertilization, polyspermy, and embryonic development in vitro. Reprod. 2000; 63 (1): 242–250. DOI: 10.1095/biolreprod63.1.242.
7. Li XX, Lee DS, Kim KJ, Lee JH, Kim EY, Park JY, Kim MK. Leptin and nonessential amino acids enhance porcine preimplantation embryo development in vitro by intracytoplasmic sperm injection. Theriogenol. 2013; 79 (2): 291–298. DOI: 10.1016/j.theriogenology.08.019.
8. Macedo MP, Glanzner WG, Rissi VR, Gutierrez K, Currin L, Baldassarre H, Bordignon V. A fast and reliable protocol for activation of porcine oocytes. 2018; 123: 22–29. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2018.09.021.
9. Mandryk-Grad I, Kosenyuk J, Gajda B. Developmental competence and quality of pig embryos obtained from standart in vitro fertilization or intracytoplasmic sperm injection. Fertil. Dev. 2012; 25 (1): 260–261. DOI: 10.1071/RDv25n1Ab225.
10. Nabi A, Entezari F, Miresmaeili SM, Vahidi S, Lorian K, Anbari F, Motamedzadeh L. Evaluation of sperm parameters and DNA integrity following different incubation times in PVP medium. J. 2022; 19 (3): 232–237. DOI: 10.22037/uj.v18i.6936.
11. Palermo GD, Nagy ZP (eds). Manual of intracytoplasmic sperm injection in human assisted reproduction with other advanced micromanipulation techniques to edit the genetic and cytoplasmic content of the oocyte. Cambridge, Cambridge university press, 2021: 171 p. DOI: 10.1017/9781108887595.
12. Parmegiani L, Cognigni GE, Ciampaglia W, Pocognoli P, Marchi F, Filicori M. Efficiency of hyaluronic acid (HA) sperm selection. Assist. Reprod. Genet. 2010; 27: 6–13. DOI: 10.1007/s10815-009-9380-0.
13. Petelak A, Krylov A. Surface sperm cell ubiquitination directly impaired blastocyst formation rate after intracytoplasmic sperm injection in pig. Theriogenol. 2019; 135: 115–120. DOI: 10.1016/theriogenology.2019.06.014.
14. Pinto S, Carrageta DF, Alves MG, Rocha A, Agarwal A, Barros A, Oliveira PF. Sperm selection strategies and their impact on assisted reproductive technology outcomes. 2020; 53 (2): e13725. DOI: 10.1111/and.13725.
15. Rajska I. Intra-cytoplasmic sperm injection (ICSI) as an alternative to standard in vitro fertilization in pigs. Ann. Polish Soc. Anim. Prod. 2015; 11 (3): 55–66. Available at: http://rn.ptz.icm.edu.pl/wp-content/uploads/2016/12/Rajska-ang..pdf
16. Ribas-Maynou J, Yeste M, Salas-Huetos A. The relationship between sperm oxidative stress alterations and IVF/ICSI outcomes: a systematic review from nonhuman mammals. 2020; 9 (7): 178. DOI: 10.3390/biology9070178.
17. Roychoudhury S, Maldonado-Rosas I, Agarwal A, Esteves S, Sharma R, Gupta S, Assidi M. Parthenogenetic activation and developmental potential of mouse oocytes after intracytoplasmic injection (ICSI) of PVP (polyvinylpyrrolidone) and HA (hyaluronic acid). Steril. 2016; 106 (3): E311. DOI: 10.1016/j.fertnstert.2016.07.883.
18. Wu J, Carrell DT, Wilcox AL. Development of in vitro-matured oocytes from porcine preantral follicles following intracytoplasmic sperm injection. Reprod. 2001; 65 (5): 1579–1585. DOI: 10.1095/biolreprod65.5.1579.
19. Yamochi T, Hashimoto S, Morimoto Y. Mural granulosa cells support to maintain the viability of growing porcine oocytes and its developmental competence after insemination. Assist. Reprod. Genet. 2021; 38: 2591–2599. DOI: 10.1007/s10815-021-02212-2.
20. Yong HY, Pyo BS, Hong JY, Kang KS, Lee BC, Lee ES, Hwang WS. A modifed method for ICSI in the pig: injection of head membrane-damaged sperm using a 3–4 mm diameter injection pipette. Human Reprod. 2003; 18 (11): 2390–2396. DOI: 10.1093/humrep/deg442.